Amur Biały: Ctenopharyngodon idella Cuvier i Valenciennes (Actinopterygii: Cyprinidae: Squaliobarbinae)1

Emma N. I. Weeks I Jeffrey E. Hill2

wprowadzenie

Amur, Ctenopharyngodon Idella Cuvier i Valenciennes, został przywieziony do USA w 1963 roku jako biologiczny środek zwalczania hydryli (hydrilla verticilliata (L. F.) Royle) i innych roślin wodnych. Eksperymenty dotyczące skuteczności zostały przeprowadzone na Florydzie w latach 70.przez Departament Rolnictwa Stanów Zjednoczonych i Uniwersytet Florydy. Wykorzystanie ryb było ograniczone w latach 1970-1984 z powodu rygorystycznych przepisów dotyczących ucieczki i rozmnażania oraz potencjalnego wpływu kolonizacji ryb na rodzimą florę i faunę. Obawy te doprowadziły do badań, w których opracowano ryby nie rozmnażające się, które były równie skuteczne w kontrolowaniu hydryli.

sterylne ryby zostały opracowane przez poddanie jaj stresowi, takim jak stres cieplny (gorący lub zimny) lub ciśnienie. Stres powoduje, że każde jajo zachowuje dodatkowy zestaw chromosomów i staje się triploidalne zamiast diploidalne. Chociaż ryby triploidalne są praktycznie sterylne,nie wpływa to na ich roślinność wodną. Troska o wskaźnik sukcesu techniki sterylizacji doprowadziła do badań przesiewowych diploidalnych osobników poprzez pomiar średnicy jąder komórkowych, ponieważ komórki triploidalne mają większe jądra. W ciepłych wodach Florydy, z obfitym pożywieniem, Amur rośnie szybko przy około 2 funtach / miesiąc lub 0,91 kg / miesiąc i może osiągnąć wagę 97 funtów (44 kg) (Sutton et al. 2012). Młodsze ryby i samice rosną szybciej niż starsze lub samce.

wprowadzenie Amuru jest najskuteczniejszym narzędziem kontroli biologicznej, które zostało zidentyfikowane dla hydrilla. Dodatkowo, chociaż konwersja materiału roślinnego do białka przez Amura nie jest wysoce skuteczna, nadal jest najlepszym zastosowaniem dla hydrilli. Co 1 funt (0,45 kg) wzrost masy ryb wymaga 5-6 funtów (2,3–2,7 kg) suchego hydrilla (Sutton et al. 2012), który—biorąc pod uwagę, że hydrilla stanowi 95% wody-stanowi dużą ilość żywego materiału roślinnego.

Synonimy

Leuciscus idella Cuvier and Valenciennes 1844

Leuciscus tschiliensis Basilewsky 1855

Ctenopharyngodon laticeps Steindachner 1866

Sarcocheilichthys teretiusculus Kner 1867

Ctenopharyngodon idellus Günther 1868

pristiodon Siemionovi dybovskii 1877

(według Shireman and Smith 1983)

Dystrybucja

Amur pochodzi z rzek, które zasilają Ocean Spokojny we wschodniej Rosji i Chinach, ale został wprowadzony do 70 krajów, w tym do USA, Tajwanu, Japonii, Meksyku, Indii, Malezji i kilku innych krajów. Krajów europejskich. W USA Amur jest tak skuteczny w zwalczaniu chwastów, że jest stosowany w całym kraju. W 2009 roku użycie amury odnotowano w 45 stanach, wszystkie stany z wyjątkiem Alaski, Maine, Montany, Rhode Island i Vermont. W rodzimym zasięgu Amur, naturalne siedlisko obejmuje niskie gradienty, Duże mętne rzeki i związane z nimi jeziora. Amury są bardzo odporne na temperaturę, a ich rodzimy zasięg obejmuje zarówno zimne, jak i ciepłe środowiska wodne. Wczesne uwolnienie diploidalnych ryb doprowadziło do rozrodu populacji w kilku amerykańskich systemach odwadniających, w tym w rzece Missisipi i głównych dopływach.

w Stanach Zjednoczonych rozmieszczenie w zbiornikach wodnych jest powszechne, szczególnie w dorzeczu Missisipi i południowo-wschodnich Stanach. Na fig. 1 Rozmieszczenie Amuru klasyfikuje się według systemu odwadniającego w dwóch skalach: drobnej i średniej. Średnia skala lub HUC 6 jest znany jako basen i ma średnio 10,600 mil kwadratowych powierzchni. Drobna skala lub HUC 8 jest znany jako sub-basin i ma średnio 700 mil kwadratowych powierzchni. Występowanie Amur w dorzeczu lub podobszarze skutkuje uwypukleniem całego systemu odwadniającego. Drenaże z ustalonymi populacjami rozrodczymi są znacznie mniej rozpowszechnione niż sugeruje ogólna Dystrybucja zarybionych i zgłoszonych amurów pokazana na fig. 1, z których wiele to nie-reprodukcyjne triploidy. Stwierdzone populacje występują w dorzeczu rzeki Missisipi i niektórych zlewniach Wschodniego Teksasu.

Rysunek 1.

rozmieszczenie Amur, Ctenopharyngodon idella Val., w Stanach Zjednoczonych, jak podano w Nonindigenous Aquatic Species database at the U. S. Geological Survey (USGS).

kredyt:

Mapa odtworzona za zgodą NAS

opis

jaja: niezapłodnione jaja mają średnicę 1,2–1,3 mm i mają żółtko otoczone dwuwarstwową membraną (Shireman and Smith 1983; Rysunek 2). Zewnętrzna warstwa jest klejona do zapłodnienia (Shireman and Smith 1983). Zapłodnione jaja mają średnicę 3,8-4,0 mm, a żółtko jest oddzielane od błony przez wchłanianą wodę (Shireman and Smith 1983). Ikra zawierająca jaja może być szarawo-niebieska do jasnopomarańczowej (Shireman and Smith 1983).

Rysunek 2.

jaja karpia (Actinopterygii: Cyprinidae).

kredyt:

Reuben Goforth, Purdue University

Protolarvae (dni 1-3): protolarvae wykluwają się z jaj o długości 5,0–5,5 mm (Rysunek 3). Na tym etapie są przezroczyste i całkowicie pozbawione pigmentu. W ciągu trzech dni dorastają do 7,4-7,5 mm i rozwijają skrzela użytkowe. Na tym etapie oczy stają się pigmentowane złotymi tęczówkami, a głowa i grzbiet są zielono-żółte. W tym czasie protolarvae również zaczynają pływać. Chociaż protolarvae nadal żywią się głównie woreczkiem żółtkowym, od dnia 2 larwy zaczną jeść glony.

Rysunek 3.

rozwój Protolarwalny amurnika, Ctenopharyngodon idella Val. a. dzień 1, B. dzień 2 i c.dzień 3.

kredyt:

Shireman and Smith (1983) i użyty za zgodą Organizacji Narodów Zjednoczonych ds. wyżywienia i Rolnictwa

Mesolarvae (dni 4-20): w dniu 4 larwy mają 7,5–8,0 mm z funkcjonalnym pęcherzem pływackim i skrzelami (Rysunek 4). Larwy stają się bardziej ruchliwe i bardziej pigmentowane każdego dnia. Do 20 dnia mezolarwy mają 11,5-18,6 mm, a płetwy uformowały się. Larwy są silnie ubarwione z brązowo-żółtym grzbietem blaknącym do białego na brzuchu. Ponieważ woreczek żółtkowy szybko się wyczerpuje, larwy zaczynają żerować ze środowiska na glonach i zooplanktonie, a do piątego dnia żywią się prawie wyłącznie zooplanktonem.

Rysunek 4.

rozwój Mezolarwalny amurnika, Ctenopharyngodon idella Val. a. 4,5 dni, b. 7 dni, c I d. 9-18 dni i e.20 dni.

kredyt:

Shireman and Smith (1983) i używane za zgodą Organizacji Narodów Zjednoczonych ds. wyżywienia i Rolnictwa

Fry (dni 20-30): Fry mają 1,5–2,3 cm z dobrze rozwiniętymi płetwami i łuskami (rysunek 5a). Zęby uformowały się, a szczęka ustawiona. Pęcherz pławny i jelito przypominają te u dorosłego. Narybek żywi się zooplanktonem i larwami owadów wodnych. Przy długości 2 cm narybek zaczyna jeść rośliny wodne.

Fingerlings (dni 45-60): Fingerlings mają 3,7–6,7 cm długości i przypominają małe dorosłe osobniki (rysunek 5b). W dniu 50 łuski są kompletne,a w przybliżeniu w dniu 55 i 6,7 cm długości, fingerling jest identyczny z DOROSŁYM. Fingerlingi mogą jeść pokarm zwierzęcy (np. owady i zooplankton), ale o długości 5,5 cm zjadają głównie rośliny.

Rysunek 5.

Postlarval development of Amur carp, Ctenopharyngodon idella Val. a. fry i B. fingerling.

kredyt:

Shireman and Smith (1983) i wykorzystany za zgodą Organizacji Narodów Zjednoczonych ds. wyżywienia i Rolnictwa

: Młode nadal rosną i rozwijają się, ale już wyglądają identycznie jak dorosłe (ryc. 6). Ciało młodocianego lub dorosłego Amura ma kształt torpedy. Usta skierowane są ku dołowi, a wargi są jędrne i pozbawione sztangi (np. mięsiste wąsy). Ciało ma ciemną oliwkową barwę, z brązowym do żółtego cieniowaniem po bokach i białym spodem. Łuski są duże i ubarwione brązowo, a kompletna linia boczna ma od 40 do 42 łusek. W porównaniu do innych karpiowatych płetwa odbytowa jest stosunkowo blisko płetwy ogonowej. Młode mogą karmić się pokarmem zwierzęcym (np., owady i zooplankton), ale podobnie jak dorośli, wolą żywić się roślinami. Gdy ryby stają się większe i starsze, żywią się twardszymi roślinami o większej różnorodności.

Rysunek 6.

Juvenile Amur Carp, Ctenopharyngodon idella Val.

kredyt:

Jeffrey E. Hill, University of Florida

Dorośli: maksymalna długość Amuru wynosi 1,4 m, a maksymalna waga to 97 funtów (44 kg). Osobniki dorosłe wyglądają identycznie jak osobniki młodociane(ryc. 7). Dorosłe amury wolą jeść hydrilla w porównaniu do wszystkich innych roślin wodnych.

Rysunek 7.

adult Amur Carp, Ctenopharyngodon idella Val.

kredyt:

Jeffrey E. Hill, University of Florida

cykl życia

chociaż Amur jest bardzo elastyczny i może przetrwać w różnych warunkach, naturalny cykl życia Amur nie zaobserwowano wiele razy poza rodzimym zasięgiem. Ograniczenie jest związane z rozmnażaniem, ponieważ ryby nie mogą rozmnażać się w zamkniętych zbiornikach wodnych. Status wprowadzonych populacji amurów jest często trudny do określenia, ponieważ osobniki zaopatrzone żyją tak długo i często nie ma wystarczającej kontroli dla udanej rekrutacji. Ze wszystkich krajów, w których ryby zostały wprowadzone, mają siedzibę głównie w kilku krajach w Azji i Europie (Shireman and Smith 1983; Froese and Pauly 2017). Istnieją jednak doniesienia o kilku innych miejscach posiadających populacje lęgowe, w tym Atchafalaya, Mississippi (i główne dopływy) i rzeki Trinity w USA (Shireman and Smith 1983; Nico et al. 2017).

na terenach rodzimych dorosłe amury odradzają się w długich szybko płynących rzekach w temperaturze 20-30°C (68-86°f). Tarło jest wywoływane przez wzrost szybkości przepływu i temperatury. Tarło zwykle występuje na powierzchni i jest zwykle rozwiązłe, angażując wiele samców do każdej samicy (Shireman and Smith 1983). Zapłodnienie odbywa się zewnętrznie, a półpłynne jaja rozwijają się następnie w kolumnie wody i mogą dryfować 30-100 Mil (50-180 km) przed wykluciem (Shireman and Smith 1983). Każda samica składa średnio 500 000 jaj na potomstwo, a płodność wzrasta wraz z wiekiem (Shireman and Smith 1983). Jednak większość jaj jest tracona przez uduszenie, chorobę lub drapieżnictwo (Shireman and Smith 1983). Jeśli temperatura wody wokół jaj spadnie poniżej 64 ° F lub 18 ° C, Szybkość wylęgu i przeżywalność larw będzie niska (Shireman and Smith 1983).

larwy mają charakterystyczny ruch, który polega na naprzemiennym pływaniu i toneniu. Larwy te migrują z szybko płynących rzek do jezior, które pełnią rolę szkółek dla młodych ryb. Jako Młode migrują w górę lub w dół rzeki i spędzają zimę w głębokich otworach w korycie rzeki (Shireman and Smith 1983). Młodociany Amur karp żywi się małymi bezkręgowcami, ale przechodzi na dietę roślinną, zanim osiągną 2 cale (5 cm) długości (Colle 2009). Samice Amur dojrzewają przy 23-26 cali (58-67 cm), a samce około rok wcześniej przy 20-24 cali (51-60 cm). Średnia długość życia Amura wynosi od 5 do 9 lat. Jednak Amur może żyć przez 20 lat lub dłużej(Sutton et al. 2012).

poza większością obszarów rodzimych, a do uprawy Amur w USA w celu zarządzania roślinami wodnymi, nawożenie jest zakończone sztucznie. Dojrzałe płciowo samce i samice ryb są wstrzykiwane hormonami w celu promowania owulacji i produkcji nasienia (Shireman and Smith 1983). Plemniki, które są zbierane od samców, i jaja od samic są mieszane i inkubowane z napowietrzaniem, aby utrzymać ruch jaj, jak doświadczają w szybko poruszającej się rzece.

ukierunkowane Rośliny Wodne

Amur jest pasożytem, żywiącym się roślinnością głównie przy powierzchni i w płytszych wodach. Preferowany jest nowy wzrost roślin zanurzonych. Preferencje żywieniowe roślin zależą od wielkości ryb, a małe ryby preferują trawę piżmową (Chara spp.) i Dużych Ryb preferujących hydrilla (Sutton et al. 2012). Jednak Amur jest generalistą, aw przypadku braku preferowanej rośliny, będzie żywił się większością innych rodzajów roślin wodnych. Zaobserwowano nawet, że Amur karp żywi się roślinami lądowymi, które zwisają nad wodą. Pięć najbardziej preferowanych gatunków w kolejności preferencji to hydrilla, trawa piżmowa, szparagi (Potamogeton spp.), Naiada Południowa (Najas guadalupensis Magnus) i Elodea Brazylijska (Egeria densa Planch Anderson) (Sutton et al. 2012). Amur nie jest dobrą metodą zwalczania glonów nitkowatych, Myriophyllum spicatum L., spatterdock (Nuphar advena Aiton), wonnych wodorostów (Nymphaea odorata Aiton), turzycy (Cladium spp.), ogoniasty (Typha spp.), lub innych dużych roślin wodnych (Colle 2009).

konsumpcja roślin

Amur nie ma zębów w szczęce, ale ma zęby przypominające grzebień na łukach gardłowych (znajdujących się w gardle), które umożliwiają im mielenie roślinności. W rzeczywistości ich nazwa naukowa oznacza ” charakterystyczny grzebień zębów gardłowych.”Małe ryby będą jeść tylko liście, ale wraz ze wzrostem wielkości będą jeść zarówno liście, jak i łodygi (Edwards 1974). Jako dorosłe konsumują duże ilości materiału roślinnego, preferencyjnie hydrilla. W odpowiednio ciepłej wodzie (68 °F lub 20 °C) dorosły Amur codziennie spożywa swoją masę ciała w hydrilli (Edwards 1974). Chociaż dorosły Amur spożywa dużo materiału roślinnego, konwersja do białka zwierzęcego jest ograniczona. W przypadku wzrostu masy ryb o 1 funt (0,45 kg) ryba musi zjeść równowartość 5-6 funtów (2,3–2,7 kg) suchego hydrilla (Sutton et al. 2012).

wskaźniki hodowli

aby zapewnić, że zużycie hydryli przez ryby przekracza tempo wzrostu rośliny, należy wziąć pod uwagę kilka czynników, w tym wiek i płeć ryb. W zależności od tych czynników oraz rodzaju, liczebności i położenia roślin w zbiorniku wodnym można określić gęstość obsady. Badanie, które badało wpływ stawek zarybiania na ekosystem w jeziorach 38 na Florydzie wykazało, że 25 do 30 Amur na hektar roślinności był wskaźnikiem, który wytworzył najlepszą kontrolę, pozostawiając niektóre gatunki roślin mniej preferowane przez karpia (Hanlon et al. 2000). W badaniu było to równoważne 10 do 15 Amur na hektar powierzchni jeziora (Hanlon et al. 2000). Spośród 38 jezior 27 miało problem z hydrillą (Hanlon et al. 2000). Stado powyżej 30 Amur na hektar roślinności spowodowało całkowite usunięcie całej roślinności, a stawki poniżej 25 Amur na hektar roślinności spowodowały niewystarczającą kontrolę rośliny docelowej (Hanlon et al. 2000). Florida Fish and Wildlife Conservation Commission zazwyczaj zaleca przechowywanie 7,5 do 30 ryb na hektar powierzchni jeziora (3 do 10 ryb na akr).

efekty ekosystemu

ekosystem, który został zaopatrzony w Amur, zmieni się na kilka sposobów, jeśli roślinność wodna zostanie wyeliminowana. Fitoplankton (małe pływające rośliny wodne) wzrośnie i spowoduje spadek przejrzystości wody (Colle 2009). Gatunki ryb, które są zależne od roślinności (np. pickerel Łańcuchowy, błękitnopłetwy i złoty topminnow) zmniejszy się i może zostać wyeliminowany z ekosystemu, a gatunki, które żywią się fitoplanktonem (np. szad żołądkowy i szad threadfin) wzrośnie liczba. Ta zmiana składu gatunku nastąpiła w kilku jeziorach na Florydzie, które były zaopatrzone w Amur (Colle and Shireman 1994).

znaczenie jako biologicznego środka kontroli

kilka badań wykazało skuteczność Amuru w zarządzaniu roślinami wodnymi (ryc. 8). W dwóch jeziorach na Florydzie infestacje hydrilli zostały wyeliminowane w ciągu 4-5 lat (Colle i Shireman 1994). W pięciu innych jeziorach na Florydzie, zanurzone rośliny wodne zostały usunięte z powodzeniem w 1970 roku i pozostały kontrolowane przez co najmniej 20 lat (Colle and Shireman 1994).

Rysunek 8.

staw w południowo-wschodniej Florydzie przed (górnym) i rok po (Dolnym) zarybieniem z Amurem po 40 Amur na akr.

kredyt:

David Sutton, University of Florida

zintegrowany program wykorzystujący Amur będzie bardziej opłacalny niż same metody leczenia herbicydami. W 1994 r. badanie oszacowało, że w ciągu 9-letniego programu zarządzania (1986-1994) korzystanie z Amuru zaoszczędziło 200 000 USD (Jaggers 1994). Florida Fish and Wildlife Conservation Commission stan na swojej stronie internetowej, że Amur może kosztować $15 do $150 za akr w zależności od ceny i stawki magazynowania, herbicydy mogą kosztować $100 do $ 500 za akr, a kontrola mechaniczna około $1,000 za akr. Ponadto, podczas gdy Amur będzie nadal zapewniał kontrolę, zarówno Kontrola chemiczna, jak i mechaniczna będą musiały być stale wdrażane.

gdy rozważa się wprowadzenie biologicznego środka kontroli, pierwszym warunkiem, który musi zostać spełniony, jest zwykle swoistość gospodarza. Chociaż duże dorosłe amury preferują hydrylę, młodsze mniejsze osobniki preferują inne rośliny. Ponadto, gdy hydrilla zostanie usunięta z jeziora, karp zjada inne mniej preferowane rośliny. Dlatego ważne jest, aby jeziora nie były przepełnione, ponieważ ryby są trudne do usunięcia po wprowadzeniu.

Amur powinien być przechowywany tylko w zamkniętych zbiornikach wodnych. W otwartych zbiornikach wodnych wszelkie kanały, kanały lub strumienie prowadzące do innych obszarów muszą być zablokowane barierami, aby zapobiec ucieczce ryb. Bariery muszą mieć wystarczająco cienką siatkę, aby zapobiec przepływaniu najmniejszych ryb i muszą być wystarczająco wysokie, aby ryby nie mogły przeskoczyć.

małe amury mogą zostać utracone przez ptaki, węże i inne gatunki ryb. W zbiornikach wodnych o dużych rozmiarach zaleca się przechowywanie ryb większych niż 12 cali (30 cm) lub 1 lb (0,45 kg).

każde państwo ma inne przepisy dotyczące stosowania Amuru. Floryda nie zezwala na diploidalne amury, ale niektóre stany, takie jak Alabama, zezwalają na diploidalne ryby. Floryda zezwala na wypuszczanie Amur triploid, ale niektóre stany nie zezwalają na triploidy (np. Maryland), a niektóre stany, takie jak Michigan, zakazały wypuszczania Amur. Floryda wymaga, aby uwolnione ryby są certyfikowane triploid i że pozwolenie jest uzyskiwany do użytku, posiadanie, i usuwanie Amuru. Zezwolenia można uzyskać od Florida Fish and Wildlife Conservation Commission.

monitorowanie i zarządzanie

monitorowanie Amur może być zakończone przez Siatkowanie lub połów elektrolityczny wzdłuż transektów lub za pomocą hydroakustyki (Baerwaldt et al. 2013). Techniki hydroakustyczne są nieinwazyjne, ale nie identyfikują ryb z gatunkami. Jednak Amur rzadko są monitorowane po uwolnieniu.

podczas hodowli Amur, należy wziąć pod uwagę, że po uzyskaniu kontroli nad wodnymi chwastami może być konieczne ich usunięcie. Usunięcie nie jest łatwe bez zabicia wszystkich ryb w zbiorniku wodnym i wymaga zezwolenia. Kilka metod zostało przetestowanych bez większego sukcesu-szczególnie w dużych zbiornikach wodnych-w tym siatki, Wędkarstwo elektryczne i zabiegi rotenonu (Colle and Shireman 1994). Usuwanie jest zwykle powolnym procesem poprzez drapieżnictwo, połowy i naturalną śmiertelność. Połowy mogą być szczególnie skuteczne w małych systemach.

autorzy zwracają uwagę na dofinansowanie z USDA Nifa RAMP Grant 2010-02825, które pomogło sfinansować produkcję tego artykułu. Autorzy pragną wyrazić uznanie dla recenzentów, którzy przekazali opinię na temat wcześniejszego projektu artykułu, dr Chuck Cichra i dr Verena Lietze.

wybrane referencje

Baerwaldt K, Herleth-King S, Shanks m, Monroe e, Simmonds R, Finney s, Stewart J, Parker A, Bloomfield N, Hill T, Doyle w, Morrison S, Santucci V, Irons K, McClelland M, O ’ Hara m, Wyffels D, Widloe T, Caputo B, Ruebush B, Zeigler J, Gaikowski m, Glover D, Garvey J, Freedman J, Butler s, Diana m, Wahl D. 2013. Plan monitorowania i reagowania na karpie azjatyckie w górnym Illinois river i Chicago area waterway system. Asian Carp Regional Coordinating Committee Monitoring and Response Workgroup, 152 pp. (24 marca 2017).

Colle D. 2009. Amur do biokontroli chwastów wodnych. 61-64 s. In Gettys LA, Haller WT, Bellaud m (red.). Biology and control of aquatic plants: a best management practices handbook. Aquatic Ecosystem Restoration Foundation, Marietta, Georgia.

Colle DE, Shireman JV. 1994. Zastosowanie Amuru w dwóch Jeziorach na Florydzie, 1975-1994. In Proceedings of the grass carp symposium, U. S. Army Corps of Engineers, Vicksburg, MS. (11 kwietnia 2017).

Edwards DJ. 1974. Preferencje chwastów i wzrost młodych amurów w Nowej Zelandii. New Zealand Journal of Marine and Freshwater Research 8: 341-350.

Florida Fish and Wildlife Conservation Commission. 2014. Triploid Amur pozwolenie karp: czy Amur odpowiedź? Florida Fish and Wildlife Conservation Commission. (11 kwietnia 2017).

Froese R, Pauly D. Redakcja. 2017. FishBase. Ctenopharyngodon idella (Valenciennes, 1844) Publikacja elektroniczna World Wide Web. (11 kwietnia 2017).

Jaggers BV. 1994. Economic considerations of integrated hydrilla management: a case history of Johns Lake, Florida. In Proceedings of the grass carp symposium, U. S. Army Corps of Engineers, Vicksburg, MS. (11 kwietnia 2017).

Hanlon SG, Hoyer MV, Cichra CE, Canfield DE. 2000. Ocena kontroli makrofitów w 38 jeziorach Florydy z wykorzystaniem Amur trójploidalnych. Journal of Aquatic Plant Management 38: 48-54.

Nico LG, Fuller PL, Schofield PJ, Neilson ME, Benson AJ. 2017. Ctenopharyngodon idella. USGS Nonindigenous Aquatic Species Database, Gainesville, FL. Data Aktualizacji: 2/2/2016 (11 Kwietnia 2017).

Pípalová I. 2006. Przegląd stosowania amurowego karpia do zwalczania chwastów wodnych i jego wpływu na zbiorniki wodne. Journal of Aquatic Plant Management 44: 1-12.

Shireman JV, Smith CR. 1983. Synopsis of biological data on the grass carp ctenopharyngodon idella (Cuvier and Valenciennes, 1844). Food and Agricultural Organization of the United States. Opis połowów FAO Nr 135 fir/S135 SAST – Amur-1,40 (02) 035,01. (11 kwietnia 2017).

Sutton DL, Vandiver VV, Hill J. 2012. Amur: ryba do biologicznego zarządzania Hydrilla i innych chwastów wodnych na Florydzie. BUL867 Gainesville: University of Florida Institute of Food and Agricultural Sciences. https://edis.ifas.ufl.edu/fa043

Przypisy

ten dokument to EENY593, jeden z serii zakładu Entomologii i Nematologii, rozszerzenie UF/IFAS. Oryginalna Data publikacji czerwiec 2014. Zaktualizowano W Kwietniu 2017 R. Odwiedź Stronę EDIS pod adresem http://edis.ifas.ufl.edu. Ten dokument jest również dostępny na stronie polecanych stworzeń pod adresem http://entnemdept.ifas.ufl.edu/creatures/.

Emma N. I. Weeks, adiunkt w Zakładzie Entomologii i Nematologii oraz Jeffrey E. Hill, associate professor, Tropical Aquaculture Laboratory, Program in Fisheries and Aquatic Sciences, School of Forest Resources and Conservation Department; UF / IFAS Extension, Gainesville, FL 32611.

Instytut Nauk o Żywności i rolnictwie (IFAS) jest instytucją zapewniającą Równe Szanse, upoważnioną do świadczenia badań, informacji edukacyjnych i innych Usług wyłącznie osobom i instytucjom, które działają z niedyskryminacją ze względu na rasę, wyznanie, kolor skóry, religię, wiek, niepełnosprawność, płeć, orientację seksualną, stan cywilny, pochodzenie narodowe, poglądy polityczne lub przynależność. Aby uzyskać więcej informacji na temat uzyskiwania innych publikacji rozszerzenia UF / IFAS, skontaktuj się z biurem rozszerzenia UF/IFAS swojego hrabstwa.
USA Department of Agriculture, UF/IFAS Extension Service, University of Florida, IFAS, Florida a & M University Cooperative Extension Program i Rady Komisarzy Hrabstwa współpracujące. Nick T. Place, dziekan ds. rozszerzenia UF / IFAS.

Dodaj komentarz

Twój adres e-mail nie zostanie opublikowany.